MILIEUX DE CULTURE MICROBIO ALIMENTAIRE

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MessageSujet: A   Jeu 21 Sep - 6:43

ACETOINE (Bacillus)



Certaines bactéries sont capables de produire de l’acétylméthyl-carbinol (AMC ou acétoïne) :
- soit directement à partir de deux molécules d’acide pyruvique,
- soit le plus souvent, au cours de la fermentation 2-3 butylène-glycolique après passage par l’acétolactate et le diacéthyl.

En présence de base forte, l’acétoïne donne une coloration rouge en milieu très oxygéné (oxydation en diacéthyl).
CH3 – CHOH – CO – CH3 -------- CH3 – CO – CO – CH3


FORMULE (en g/l d’eau distillée)

Protéose peptone 7
Glucose 5
Sodium chlorure 5

pH = 7,0

Répartir en tubes de 18 x 180 à raison de 5 ml par tube.
Stérilisation : 15 min à 121°C.

Après ensemencement avec la souche à identifier et incubation 24 à 48 heures à 30°C, la lecture s’effectue par la méthode d’O’Meara.


LECTURE

A 0,5 ml de culture, ajouter une pincée de créatine et 0,5 ml d’une solution de soude à 40%. Agiter quelques minutes. Une réaction positive se traduit par l’apparition d’une coloration allant du rose au rouge dans les 2 à 5 minutes (rarement dans les 10 minutes).





A.D.N. Gélose (pour la recherche de la Dnase)



Certaines bactéries sont capables d’hydrolyser l’acide désoxyribonucléique grâce à une enzyme, la DNase, dont la recherche a longtemps été limitée à l’étude du genre Staphylococcus ; mais actuellement les applications de ce test s’étendent à d’autres genres (exemples : Moraxella, Serratia….).

La gélose à l’acide désoxyribonucléique (ADN) est un milieu solide qui permet la recherche de la désoxyribonucléase des bactéries.

En 1956, WECKMAN et CATLIN montrèrent une corrélation entre l’augmentation de l’activité Dnase de Staphylococcus aureus et l’activité coagulase. Ils suggérèrent que cette capacité puisse être utilisée pour rechercher les Staphylocoques potentiellement pathogènes. DiSALVO confirma ces résultats en obtenant une excellente corrélation entre ces deux activités chez les Staphylocoques d’espèces isolées cliniquement.

JEFFRIES, HOLTMAN et GUSE incorporèrent du DNA dans un milieu gélosé afin d’étudier la production de Dnase chez diverses bactéries et moisissures.

Les colonies produisant la DNase hydrolysent dans leur voisinage immédiat l’acide désoxyribonucléique (ADN) contenu dans le milieu nutritif sous forme dissociée, en un mélange de mononucléotides et de polynucléotides à chaîne courte. Si l’on acidifie ensuite avec HCl 1N, l’ADN non dissocié précipite en opacifiant le milieu nutritif, alors que le pourtour des colonies DNase-positives apparaissent translucides.

Comme autre indice de différenciation des Staphylocoques, il peut être recherché la capacité de fermentation du mannitol avec formation d’acide lorsque nous ajoutons, lors de la préparation du milieu nutritif, du mannitol et un indicateur de pH.

L’addition de vert de méthyle à 0,05 g /l de milieu permet une meilleure visualisation. Sur ce principe, SMITH, HANCOCK et RHODEN purent détecter des Staphylocoques, des Streptocoques et Serratia. Dans ce cas, HCl ne doit pas être ajouté, une zone claire autour des colonies révèle la présence d’une activité Dnase.

FORMULE (en g/l d’eau distillée)


Peptone pancréatique de caséine 15
Peptone papaïnique du soja 5
Acide désoxyribonucléique 2
Sodium chlorure 5
Agar 15
[centrer]pH = 7,3 (environ)[/centrer]

Porter à ébullition jusqu’à dissolution complète.
Stériliser à 121°C à l’autoclave pendant 15 minutes.
Mélanger et couler en boîtes de Petri.

Addition du mannitol : avant la stérilisation, ajouter au milieu nutritif liquide, et bien mélanger : 10 g de mannitol et 0,025 g de bleu de bromothymol ou 0,025 g de rouge de phénol.


UTILISATION

Prélever les colonies à tester et les ensemencer à la surface de la boîte en strie unique de 2 cm de longueur ou plages de 1 cm de diamètre. Plusieurs souches peuvent être repiquées sur une même boîte en étalements parallèles ou par secteurs.
Incuber pendant 18 à 24 heures à 37°C ou à la température de croissance optimale requise


LECTURE

Après incubation, rechercher d’abord, s’il y a lieu, la fermentation du mannitol.
- Colonies jaunes avec un pourtour jaune : souche mannitol + ;
- Colonies incolores ou de la couleur du milieu : souche mannitol .


Utilisation du mannitol (avec rouge de phénol)



DNase Révélation HCl 1N - DNase Révélation bleu de toluidine 0.1%


Inonder ensuite les boîtes avec une solution d’acide chlorhydrique normal
On peut observer, dans les cinq minutes qui suivent, les aspects suivants :
• zone claire autour de la strie, le reste de la boîte étant opaque : souche DNase + ;
• absence de zone claire autour de la strie : souche Dnase -.

N.B. : L’activité Dnase peut être aussi révélée par du bleu de toluidine (solution à 0.1%). Ce dernier peut être inclus dans la gélose (voir gélose LACHICA) soit utilisé comme l’HCl 1N, en tant que révélateur après culture. Nous pouvons observer, dans les cinq minutes, l’aspect suivant :
• zone rose autour de la strie, le reste de la boîte reste bleu : souche Dnase + ;

• absence de zone rose autour de la strie : souche Dnase -.

D’une manière générale, les souches de Staphylocoques qui possèdent une coagulase ont également une désoxyribonucléase. Ce milieu convient aussi parfaitement pour confirmer un diagnostic de Serratia marcescens ou proteomaculans subsp proteomaculans (liquefaciens) , entérobactéries Dnase +.



ALOA Listeria Agar



Le milieu ALOA ou Agar Listeria selon OTTAVIANI et AGOSTI est destiné à l’isolement et au dénombrement de Listeria spp. Dans les aliments ou tout autre type de prélèvement. Il permet également la détection spécifique de Listeria monocytogenes.

Sur ce milieu, les Listeria apparaissent comme des colonies rondes, régulières, de couleur bleue à bleue vert (détection de la β- glucosidase grâce à un substrat chromogénique spécifique).

Les colonies de Listeria monocytogenes présente un halo opaque qui permet de les différencier aisément des autres espèces de Listeria. Ce halo est lié à l’activité d’une phospholipase impliquée dans le processus infectieux de cette bactérie.

La sélectivité est obtenue par l’action combinée du chlorure de lithium et des antibiotiques et antifongiques contenus dans le milieu.

Ce milieu commercialisé par la société AES a reçu la validation AFNOR. La méthode de référence pour la recherche de Listeria monocytogenes (NF EN ISO 11290-1) présente l’inconvénient de nécessiter jusqu’à 7 jours et peut s’avérer peu sensible dans le cas d’aliments contaminés avec d’autres espèces de Listeria.




FORMULE (en g/l d’eau distillée)

Peptones 26.00
Extrait de levure* 8.00
Facteurs de croissance 4.20
Sodium chlorure 5.00
D-sodium phosphate 2.50
Lithium chlorure 10.00
X-glucoside 0.05
Substrat L.M 20.00
Agents sélectifs 0.15
Agar 15,00

pH = 7,2


Ce milieu est commercialisé prêt à l’emploi, réparti en boîtes de Petri.

UTILISATION ET LECTURE

Ensemencer les boîtes directement à partir de l’échantillon ou à partir d’une culture en bouillon d’enrichissement. Dans ce dernier cas, la prise d’essai initiale sera de 25 g dans le cas d’un produit solide ou 25 ml dans le cas d’un produit liquide. Celle-ci est placée dans 225 ml de Fraser demi pour une durée de 24 heures à 30°C.

Incuber l’ensemble à 37°C pendant 24 heures.

Noter l’aspect des colonies :
- Listeria spp : colonies bleues à bleu-vert, rondes, régulières, sans halo opaque, de 1 à 2 mm de diamètre.
- Listeria monocytogenes : colonies typiques de Listeria spp entourées d’un halo opaque.

Prolonger l’incubation à 37°C pendant 12 à 24 heures supplémentaires en cas d’absence de colonies typiques ou de halo douteux.

LIMITES ET PRECAUTIONS

Les souches de Listeria monocytogenes formant classiquement des colonies typiques après 24 heures d’incubation ne doivent pas faire l’objet de tests de confirmation supplémentaires.

Les souches qui présentent un halo douteux après 24 heures d’incubation doivent être réincubés et faire l’objet d’une confirmation rapide. Elles peuvent être testées vis à vis d’une aminopeptidase spécifique par une méthode sur disque imprégné d’aminoacyl-béta-naphtyamide dont l’hydrolyse est révélée par le diéthylaminobenzaldéhyde et par une couleur jaune.

Listeria monocytogenes ne possède pas cet enzyme. Ce test ressemble au test DIM de la galerie API Listeria.

Le même type de confirmation doit être opéré sur les colonies qui n’apparaissent typiques qu’après 36 à 48 heures d’incubation. Après 48 heures d’incubation, quelques souches de Listeria ivanovii forment le même type de colonies que Listeria monocytogenes La mise en œuvre du test de confirmation permet de facilement différencier les deux souches.



AMIDON Gélosé



Il est important de différencier les recherches :
- de la fermentation de l’amidon soluble et des dextrines, qui se fait en milieu liquide selon la technique habituelle de mise en évidence d’une acidification ;
- de l’hydrolyse de l’amidon qui est effectuée en gélose à l’amidon et objectivée par une zone d’éclaircissement autour de la culture sur milieu d’aspect opalescent ou par une zone de non-colorationn par les réactifs spécifiques à l’iode.


FORMULE (en g/l d’eau distillée)

Peptone 10
Extrait de viande 5
Sodium chlorure 5
Amidon de riz 10
Agar 15

pH = 7,0


On peut préparer à froid une suspension à 10% d’amidon de riz qui sera chauffée avec précaution afin d’obtenir un gel qui peut être mélangé plus facilement de façon homogène à la gélose en surfusion (soit 100 ml pour 1 litre).

Répartir en tubes ou en flacons.
Stériliser à 110°C pendant 30 min.

UTILISATION

Avant l’emploi, sécher la surface de la boîte de Petri.
Ensemencer par points, «spots », de 3 à 5 mm de diamètre (sept souches peuvent être testées sur une même boîte).
Incuber, en général à 30°C (Pseudomonas, Bacillus).
Observer pendant 5 jours.


LECTURE

L’hydrolyse de l’amidon se traduit par une zone d’éclaircissement le plus souvent directement visible ; la lecture peut être rendue plus nette en versant sur la surface du milieu quelques gouttes de Lugol qui colore en bleu-marron foncé les zones où il n’y a pas hydrolyse.

Cette étude est particulièrement intéressante pour la différenciation des espèces à l’intérieur des genres Pseudomonas (90% des souches de Pseudomonas stutzeri possèdent cette enzyme), Sphingomonas paucimobilis (Pseudomonas paucimobilis) hydrolyse lentement l’amidon, Flavobacterium (seuls les Flavobacterium du groupe II b sont amylase-positifs) et Bacillus. Il faut noter la présence d’une amylase chez Serratia.


Révélation hydrolyse de l’amidon avec le lugol





A.P.P. Gélose (Gélose à la phénylalanine



La gélose à la phénylalanine est un milieu solide utilisé pour l’identification de certaines entérobactéries (en particulier Proteus et Providencia).
Il permet la recherche de la transformation de la phénylalanine en acide phényl-pyruvique[/] (APP) par la [b]phénylalanine désaminase, le phénylpyruvate formé donne une teinte verte en présence de fer trivalent. Cette enzyme est toujours couplée avec la tryptophane-désaminase.


FORMULE (en g/l d’eau distillée)

DL-Phénylalanine 2
Extrait de levure 3
Sodium chlorure 5
Di-potassium hydrogénophosphate 1
Agar 12

pH = 7,3


Chauffer lentement en agitant fréquemment, puis porter à ébullition jusqu’à complète dissolution.
Répartir à raison de 5 ml environ par tube de 18 x 180.
Stériliser à l’autoclave à 121°C pendant 20 minutes.
Laisser refroidir en position inclinée pour obtenir une longue tranche.

UTILISATION ET LECTURE

Ensemencer largement le germe à étudier.
Incuber 18 à 24 heures à l’étuve à 37°C.

La lecture peut être effectuée selon deux méthodes :

a) Technique classique :

Recouvrir la culture obtenue :
- soit avec 5 ou 6 gouttes du réactif suivant :

Solution à demi-saturation d’alun de fer 5 ml
Ammonium sulfate 2g
Acide sulfurique à 10% 1 ml

- soit avec 5 ou 6 gouttes d’une solution au 1/3 de perchlorure de fer.

Faire passer plusieurs fois le réactif à la surface de la culture. L’apparition rapide d’une coloration vert franc caractérise la transformation de la phénylalanine en APP.

b) Technique rapide

A partir d’une culture sur milieu gélosée, âgée de 18 à 24 heures, [b]faire une suspension aussi dense que possible[/] dans 6 gouttes d’eau physiologique, y ajouter 6 gouttes de solution stérile à 0,5% de L-phénylalanine.
Agiter pendant 30 minutes. Ajouter 1 à 2 gouttes de solution diluée de chlorure ferrique (FeCl3) : un virage net du blanc laiteux au vert olive est observé en cas de recherche positive. La coloration reste stable pendant quelques minutes.

Comme pour la Tryptophane désaminase (TDA), Proteus et Providencia donnent une réaction positive.

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MessageSujet: Re: A   Ven 22 Sep - 2:38

A.P.T. Gélose
( Milieu Agar Peptone Tween)



Ce milieu a été propose par EVANS et NIVEN ( 1951) pour cultivar et numérer les bactéries lactiques hétérofermentaires comprenant les Lactobacilles, les Leuconostoc, Lactococcus lactis et d’autres microorganismes exigeant une grande teneur en thiamine. Ce milieu répond aux exigences de l’American Public Health Association ( 992).
C’est un milieu riche auquel est ajouté du tween, de la thiamine et d’autres éléments qui apportent des conditions de croissance optimales. Cependant ce milieu n’est pas sélectif et n’est pas recommandé dans le cas de mélanges bactériens.


FORMULE (en g/l d’eau distillée)

Peptone de caséine 12.500
Extrait de levure 7.500
Glucose 10.000
Sodium chlorure 5.00
Tri-sodium citrate 5.00
Di-potassium hydrogen phosphate 5.00
Tween 80 0.200
Magnésium sulfate 0.800
Manganèse chlorure 0.140
Fer sulfate 0.040
Thiamine dichlorure 0.001
Agar 13,500

pH = 6,7+/- 0.2


Autoclaver 15 minutes à 121°C. NE PAS SURCHAUFFER.

UTILISATION ET LECTURE

Utiliser le milieu comme milieu de comptage bactérien en ensemençant l’échantillon et/ou ses dilutions.
Incuber 48 heures à 35°C en aérobie.
Pour identifier les bactéries lactiques qui produisent un pigment vert et de manière à exclure les autres bactéries productrices de pigment ( Pseudomonas) il est conseillé de confirmer par des tests ( bactéries Gram-positives, catalase négative, nitrate négatif, peroxydase test positif, production d’acétoïne à partir du glucose…)



A.S.A.P. Gélose
(AES Salmonella Agar Plate)



Le milieu ASAP est un milieu chromogénique pour la recherche des salmonelles dans les aliments, l’environnement ou le domaine médical.

Le principe du milieu repose sur la détection de la C8-estérase présente chez tous les sérotypes de salmonelles. L’activité de cette enzyme se caractérise par la formation de colonies roses à pourpres.

Ce milieu est commercialisé par la société AES sous forme de boîtes de Petri prêtes à l’emploi; il est utilisable dans le cadre des protocoles normalisés NF ISO 6579, NF V08-013, EN 12824 et NF V 08-052.


Salmonella enterica subsp enterica typhimurium sur milieu ASAP


FORMULE (en g/l d’eau distillée)

Peptones 10
Agent opacifiant 10
Mélange chromogène et inhibiteur 13
Agar 15 g

pH = 7,2 +/- 0.2


UTILISATION ET LECTURE

Après l’étape d’enrichissement sur Rappaport et Sélénite Cystine, réaliser un isolement à partir de chacun des tubes sur gélose ASAP coulée au préalable en boîte de Pétri.

Incuber à 37°C pendant 24 H

Les salmonelles forment des colonies roses à pourpres. Procéder aux tests de confirmation usuels (biochimiques et immunologiques) à partir des colonies typiques observées.

Cultures caractéristiques d’autres bactéries
- Escherichia coli colonies blanches
- Citrobacter spp colonies blanches
- [i)Proteus[/i] spp colonies brunes
- Klebsiella spp, Enterobacter colonies bleu vert par détection de la bêta-glucosidase
- Serratia colonies bleu-violacé par détection de la C8-esterase et de la bêta-glucosidase




AUXANOGRAMME DES SUCRES
(milieu de base pour identification des levures)



L’étude de l’assimilation et de la fermentation des sucres sont deux des caractères physiologiques les plus utilisés pour la détermination des levures et plus particulièrement des 81 espèces de Candida reconnues actuellement. En effet, seule l’espèce Candida albicans peut être identifiée uniquement par des caractères morphologiques (chlamydospores caractéristiques sur milieu P.C.B.).


FORMULE (en g/l d’eau distillée)

Ammonium sulfate 5.0
Potassium dihydrogénophosphate 1.0
Magnésium sulfate 0.5
Calcium chlorure 0.1
Sodium chlorure 0.1
Agar 20,0

pH = 5,2


Stériliser à l’autoclave à 110°C pendant 15 minutes.

SUPPLEMENT

Il permet l’enrichissement du milieu de base gélosé et renferme les acides aminés, les vitamines et les oligo-éléments nécessaires à l’obtention d’une bonne culture.

L-Tryptophane 2.00g
L-Méthionine 2.00g
L-Histidine 1.00g
Biotine 0.20g
Calcium pantothénate 0.04g
Inositol 0.20g
Acide nicotinique 0.04g
Acide para-aminobenzoïque 0.02g
Pyridoxine chlorhydrate 0.04g
Riboflavine 0.02g
Thiamine chlorhydrate 0.04g
Acide folique 0.20g
Eau distillée 1000 ml

UTILISATION

1) Liquéfier le milieu de base au bain-marie bouillant ou au four micro-ondes. Lorsqu’il est refroidi à 50°C, ajouter le supplément stérilisé sur membrane filtrante à raison de 10 ml pour 1 litre de milieu de base. Bien mélanger.
Couler en boîtes de Petri de 90 mm ou de 150 mm ou maintenir tubes ou flacons en surfusion (50°C).

a) Ensemencement en profondeur

Faire une suspension de levures provenant d’une culture de 24 à 48 heures dans quelques ml d’eau physiologique stérile (suspension moyennement épaisse), inoculer 2 ml de cette suspension dans un tube contenant 20 ml de milieu (ou 6 ml pour un flacon de 60 ml). Couler l’ensemble en boîte de Petri.

b) Ensemencement en surface

Couler le mélange (milieu de base + supplément) en boîtes de Petri. Après solidification du milieu, ajouter l’inoculum (0,1 ml) et étaler à l’aide d’un râteau stérile.


2) Après solidification, appliquer à la surface des boîtes, les sources de carbone sous la forme, par exemple de disques de cellulose imprégnés de glucides. Ces disques pourront être coupés en quatre (l’utilisation de disques entiers pourrait entraîner la formation de zones de culture ayant un diamètre beaucoup trop important). Observer dès le lendemain la culture autour des sucres utilisés.

Un saupoudrage léger de quelques grains de glucide peut-être effectué en spot à la surface de la gélose.

NOTE : Pour une meilleure lecture, il est conseillé d’utiliser des boîtes de Petri de 150 mm de diamètre.
L’emploi de 6 sucres au moins est conseillé (glucose, galactose, lactose, maltose, raffinose, saccharose).


LECTURE

Elle se fait 24 à 48 heures après l’ensemencement.
Lorsque le sucre contenu dans le disque est utilisé, il se forme une zone de croissance autour du disque.



AZIDE ÉTHYL VIOLET Bouillon
(Milieu de Litsky)



En 1933, EDWARDS a utilisé un milieu liquide contenant du violet cristal et de l’azide de sodium comme bouillon sélectif pour isoler des Streptocoques à mammites. La présence d’entérocoques dans l’eau indique une contamination fécale. MALLMAN et SELIGMANN ont comparé divers milieux d’enrichissement pour détecter les Streptocoques fécaux et ils ont trouvé que le milieu à l’azide glucose (appelé aussi milieu de Rothe) convenait à cette identification présomptive. LITSKY et al. étudièrent divers agents sélectifs et formulèrent un milieu utilisant l’azide de sodium et l’éthyl violet (appelé aussi milieu de Litsky ou bouillon EVA).

Le milieu de Litsky à l’éthyl-violet est utilisé pour la recherche et le dénombrement des Entérocoques fécaux dans les eaux, conformément à la circulaire du 21 janvier 1960 (J.O. du 15 mars 1960) relative aux méthodes d’analyses bactériologiques des eaux d’alimentation.

Ce milieu peut être employé dans d’autres domaines où se justifie un contrôle de contamination fécale. L’azide de sodium inhibe la flore secondaire Gram-négative. L’éthyl-violet à petite concentration, freine la croissance des Microcoques, bactéries Gram-positives, mais ne gène pas le développement des Entérocoques.

La recherche ou le dénombrement comprend donc deux temps : présomption et confirmation.
Le milieu de Rothe (bouillon azide glucosé) sert au test présomptif, le milieu de Litsky au test confirmatif.

FORMULE (en g/l d’eau distillée)

Hydrolysat de protéines végétales et animales 20.000
Glucose 5.00
Sodium chlorure 5.00
Di-potassium hydrogénophosphate 2.700
Potassium dihydrogénophosphate 2.700
Sodium azide 0.400
Ethyl-violet 0.083

pH = 7,0


Mélanger soigneusement jusqu’à complète dissolution.
Répartir à raison de 10 ml par tube.
Stériliser à l’autoclave à 115°C pendant 20 minutes.

UTILISATION ET LECTURE

Ce milieu est ensemencé à partir d’une culture sur bouillon azide glucosé (milieu de Rothe), (test présomptif).
Agiter les tubes de Rothe “positifs”.
Prélever une öse bouclée et la reporter dans le milieu azide éthyl violet (milieu de Litsky).
Incuber à 37°C pendant 24 à 48 heures.

La présence d’Entérocoques se traduit par un trouble et la formation d’une pastille violette au fond du tube.

Les tubes positifs rapportés à la numération présomptive effectuée sur milieu de Rothe donneront un chiffre caractéristique calculé à l’aide de la table de Mac Grady. Ce chiffre caractéristique sera ensuite multiplié par l’inverse de la dilution.



AZIDE GLUCOSE Bouillon
( Milieu de Rothe )



Ce milieu est recommandé pour la détermination quantitative des Entérocoques dans les eaux, les effluents, les aliments et dans tous les produits susceptibles d’être contaminés par les effluents.
Il est utilisé conformément à la circulaire du 21 janvier 1960 (J.O. du 15 mars 1960) relative aux méthodes d’analyses bactériologiques des eaux d’alimentation.

La recherche comprend deux temps : présomption et confirmation. Le milieu azide glucose sert au test présomptif, le bouillon azide éthyl-violet (milieu de Litsky) au test confirmatif.

Le bouillon glucosé à l’azide de sodium est préparé selon la méthode de Rothe ; il a été recommandé par MALMANN et SELLIGMAN. MALMANN, BOTWRIGHT et CHURCHILL ont démontré l’action bactériostatique de l’azide de sodium sur la flore Gram-négative (par inhibition de la cytochrome oxydase), favorisant ainsi la croissance des Entérocoques et Streptocoques (Gram-positifs).

La nutritivité du milieu est due à la présence de tryptone et d’extrait de viande comme source de carbone, d’azote, de vitamines et de sels minéraux. Le glucose est un carbohydrate fermentescible. Le chlorure de sodium maintient l’équilibre osmotique.

SPLITTSTOESSER ET Coll. ont rapporté que le bouillon glucosé à l’azide donne les meilleurs rendements numériques pour les contaminations des légumes surgelés.


FORMULE (en g/l d’eau distillée)


A) MILIEU SIMPLE CONCENTRATION

Hydrolysat trypsique de caséine (tryptose) 15
Extrait de viande 4.5
Glucose 7.5
Sodium chlorure 7.5
Sodium azide 0.2

pH = 7,2



B) MILIEU DOUBLE CONCENTRATION

Hydrolysat trypsique de caséine (tryptose) 30.0
Extrait de viande 9.0
Glucose 15.0
Sodium chlorure 15.0
Sodium azide 0.4

pH = 7,2


Mélanger soigneusement jusqu’à complète dissolution.
Répartir à raison de 10 ml par tube.
Stériliser à l’autoclave à 115°C pendant 15 minutes.

UTILISATION

Inoculer 3 tubes de milieu de Rothe «double concentration » avec 10 ml chacun de l’eau à analyser ou 10 ml de la suspension mère du produit alimentaire.
Inoculer 3 tubes de Rothe «simple concentration » avec 1 ml chacun de l’eau à analyser ou 1 ml de la suspension mère du produit alimentaire.
Inoculer 3 tubes de Rothe «simple concentration » avec 1 ml chacun des dilutions décimales successives de l’eau à analyser ou du produit alimentaire.

Incuber à 35°C ± 2°C pendant 24 à 48 heures.

LECTURE

Les tubes présentant un trouble microbien après 48 heures d’incubation seront considérés comme pouvant contenir des Entérocoques fécaux.

Chaque tube positif sera obligatoirement soumis au test confirmatif sur bouillon azide éthyl-violet (milieu de Litsky).
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